Zellvielfalt

Wie die Vielfalt der Zellen entsteht

Innerhalb eines Organismus ist die genetische Information jeder einzelnen Zelle gleich – dennoch entstehen im Lauf der Embryonalentwicklung eine Vielzahl an unterschiedlichen Geweben und Organen. Welche Zelle dabei welche Aufgaben im Körper übernimmt, reguliert ein komplexes Uhrwerk aus Molekülen. Es bestimmt, welches Gen wann und wo aktiv wird. Wichtige Bestandteile dieses Steuerungssystems sind die epigenetischen Regulatoren – Faktoren, die die „Verpackung“ des Erbgutes modifizieren, die DNA selbst und die darauf kodierten Gene jedoch nicht verändern. Sie versehen Abschnitte des Erbgutfadens mit einer Art Lesesperre und steuern so, auf welche Abschnitte die Zelle wann zugreifen kann. Dem Team um Alexander Meissner am Max-Planck-Institut für molekulare Genetik (MPIMG) in Berlin und Zachary Smith von der Universität Harvard in den USA ist es gelungen, die Bedeutung von epigenetischen Regulatoren für die Embryonalentwicklung in einer bisher unerreichten Präzision aufzuklären. Die Forscherinnen und Forscher analysierten insgesamt zehn der wichtigsten bisher bekannten epigenetischen Regulatoren. Um ihre Funktion zu verstehen, entfernten sie mit der Genschere CRISPR-Cas9 gezielt die Gene für die Regulationsmoleküle in befruchteten Eizellen, die sich anschließend zu Mausembryonen weiterentwickelten. Nach einer Entwicklungszeit von sechs bis neun Tagen untersuchte das Team die anatomischen und molekularen Veränderungen, die sich aus dem Fehlen des jeweiligen Regulators ergaben. Sie fanden heraus, dass die Zusammensetzung der verschiedenen Zellarten in den Embryonen zum Teil stark verändert war. Bestimmte Zelltypen wurden in viel zu hoher Zahl produziert, andere gar nicht erst gebildet. Um diese Veränderungen auf molekularer Ebene zu entziffern, untersuchten die Forschenden aus jedem Embryo, denen jeweils ein epigenetischer Regulator entfernt worden war, hunderte bis tausende einzelner Zellen. Sie sequenzierten die RNA-Moleküle von fast 280.000 Einzelzellen und bestimmten daraus ihren Zelltyp. RNA entsteht, wenn ein Gen von der DNA abgelesen wird und gibt so Auskunft über die Genaktivität und Identität einer Zelle. Durch den Vergleich mit Daten normal entwickelter Embryos konnte das Team falsch aktivierte Gene sowie Arten von Zellen identifizieren, von denen zu viel oder zu wenig entstanden waren. Aus diesem Gesamtbild ließen sich auch bisher unbekannte Aufgaben für die Regulatoren ableiten. Mit der etablierten Kombination von Methoden können auch andere Faktoren wie Transkriptions- oder Wachstumsfaktoren oder auch Kombinationen davon untersucht werden. Damit könnten zukünftig sehr frühe Entwicklungsstadien beobachtet werdenen – und zwar in einer Detailtiefe, die bislang unvorstellbar war. Bild: Links: Normale Entwicklung eines acht Tage alten Mausembryos. Rechts: Ohne den epigenetischen Regulator PRC2 werden zahlreiche Zellarten nicht oder in falscher Menge gebildet. Abhishek Sampath Kumar, Max-Planck-Institut für molekulare Genetik.

DOI: 10.1038/s41586-020-2552-x

Termine

  • 07.12.2020 - 09.12.2020

    4th International Conference on Global Food Security
    Konferenz wird virtuell durchgeführt

  • 11.12.2020 - 15.12.2020

    11th World Biomaterials Congress
    Konferenz wird virtuell durchgeführt

  • 24.12.2020 - 25.12.2020

    International Conference on Computational Cell Biology
    Konferenz wird virtuell durchgeführt

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Während in der klassischen Mikroskopie die Zellen fixiert werden müssen, was Zerstörungen und Artefakte mit sich bringt, können mit Fluoreszenz-basierten Mikroskopiemethoden, z. B. der laser scanning-Mikroskopie, lebende Zellen viel realistischer beobachtet werden. Dabei wird der Erkenntnisgewinn enorm erweitert, da nicht nur eine exakte Lokalisation von spezifischen Proteinen oder Nukleinsäuren in der Zelle bestimmt werden kann, sondern auch deren Bewegungen und Interaktionen in einer intakten, lebenden Zelle. Durch die resolution Evolution, bei der die Auflösungsgrenze drastisch nach unten verschoben wurde, z. B. mit der stochastic optical reconstruction microscopy (dSTORM), können sogar einzelne Moleküle in lebenden Zellen erfasst werden. Jan Schlegel und Markus Sauer zeigen in ihrem Beitrag, wie man mit der 3D-Gitter-Lichtblatt-dStorm-Technologie die Verteilung des Adhäsionsrezeptors CD56 in der Plasmamembran visualisieren kann. Anne Schlaitz wendet die konfokale laser scanning-Methode an, um in lebenden Zellen die Dynamik des ERs während der Mitose zu erforschen. Tobias Becker und Pavel Kielkowski stellen in ihrem Artikel eine Pronukleotid-Sonde für das in situ fluorescence Imaging zur Identifizierung und Beobachtung von AMPylierten Proteinen vor. Hintergrundbild: Sich teilende HeLa-Zellen unter dem Lichtmikroskop. Chromosomen im Zellnukleus (lila), Mikrotubuli im Zellskelett (Tubulin, grün) und Aktin (rot) sind erkennbar. Bild: Kevin Mackenzie, University of Aberdeen, Wellcome Collection, https://wellcomecollection.org/works/vjq5c26rCC unter der Lizenz BY 4.0, https://creativecommons.org/licenses/by/4.0.

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